viernes, 14 de mayo de 2010

BACTERIAS 2

Centro de Bachillerato Tecnológico industrial y de servicios No.155


Procesar Cultivos Bacteriológicos.


2do Parcial

Temas:

  • Coprocultivo.
  • Urocultivo.
  • Tinciones necesarias.

    Exudado Vaginal.

  • DOC Detección Oportuna del Cáncer.
  • Exudado Nasofaríngeo.
  • Edmoides y Esfenoides.


Mesa No. 5

Velarde Hernández Ingrin Desirée.

Núñez García Jessenia.

Rivera Jiménez Elizabeth.

Medrano Ontiveros Andrea.

Montero Urquiza Cristel Sinai.

Grupo: 4L2M



Tijuana Baja California 7 de Mayo del 2010

INDICE

Coprocultivo

Anatomía de las vías renales

Riñones con estructura anatómica

Uréteres

Vejiga.

Glándulas Endocrinas.

Urocultivo

Exudado Vaginal

Anatomía del aparato Reproductor femenino.

Tipo de Muestra.

DOC (Detección Oportuna del Cáncer)

Niveles de expresión en el diagnostico del cáncer.

Nivel 1: Venigno

Nivel 2: Venigno en Posición de alerta

Nivel 3: Características de cáncer

Nivel 4: Cáncer Declarado

Exudado Nasofaríngeo.

Anatomía de las Vías Respiratorias altas Nasofaríngeas

Edmoides y Esfenoides.

Medios de Cultivo Para este estudio.




COPROCULTIVO

Los coprocultivos se realizan para identificar parásitos, enfermedades entérales y virus en el aparato gastrointestinal. De las muestras que se pueden estudiar, la que tienen más probabilidades de contener el mayor número y variedad de microorganismos es la materia fecal. En el coprocultivo clásico se examinan las heces fecales para detectar y descartar Salmonella, Shigella, Yersinia, E. coli enteropatogena y cultivos de Sthaphylococcus.


MEDIOS DE CULTIVO PARA COPROCULTIVO

EMB

ENDO

MAC CONKEY

S.S

VERDE BRILLANTE

TETRATIONATO CALDO


Un solo coprocultivo negativo no significa que ni haya enfermedad. Se recomienda realizar cuando

menos tres de éstos si el cuadro clínico del paciente siguiere infección bacteriana, no obstante la

Presencia de un cultivo negativo presometerse a la prueba lo contactos personales del paciente para prevenir que la infección se disemine.

Cuando los parásitos se alojan en el aparato digestivo, una proporción de ellos, o las larvas, o los huevos, son eliminados con las heces. Como la cantidad que se elimina en cada defecación puede ser variable, y si hay poco número de parásitos en el intestino, lógicamente también serán escasos en las muestras que se tomen, no siempre que una muestra sale negativa se puede descartar la infección. Por eso, normalmente se toman tres muestras de heces, en tres días distintos. De esta forma se confirma la infección.

Material, Reactivos y Equipo

· Recipiente de boca ancha para recoger las heces, no es necesario que esté estéril, solo es preciso que esté limpio. No contendrá restos de jabones, detergentes, desinfectantes o iones metálicos.

· Recipiente estéril de boca ancha y cierre hermético para enviar la muestra. (Ejemplo: frasco de

Urocultivos). La muestra de heces para colocar en el frasco se recoge con espátula o

abatelenguas.


Muestra de materia fecal en frasco con tapa.

Placas estériles de:

Agar ENDO

Agar EMB

Agar Verde Brillante.

Agar SS.

Tubo de 16 x 150 con 5 ml de caldo tetrationato.

Tubo de 16 x 150 con 5 ml de caldo nutritivo estéril.

Mechero.

Asa.

Incubadora

Al día siguiente:

Placas con coprocultivo.

Equipo de coloración de Gram.

Serie de tubos de cultivo para pruebas bioquímicas: Agar Kligler, SIM médium, Agar citrato de Simmons, Agar manitol, caldo urea, caldo dextrosado, caldo V-P, gelatina, leche descremada, etc.

Mechero.

Asa.

Peseta.



Medios de transporte para heces. Se emplean solo si el envío de la muestra se demora y se

Solicita en laboratorio de Microbiología. Existen sistemas comerciales para bacterias. ( Cary-

Blair o solución de glicerol tamponado)

B.- OBTENCIÓN DE LA MUESTRA

· Solo se procesan materias líquidas o a lo sumo pastosas.

· Si son pastosas se toma una porción del recipiente donde hayan sido emitidas y se transfieren al

Sistema elegido para el envío al laboratorio. Se seleccionan las partes con mucus, pus o sangre.

· En caso de heces líquidas puede utilizarse jeringa para aspirado del material fecal del recipiente

En donde ha sido emitido.

· No se procesarán las muestras de materias sólidas ni contaminadas con orina.

C.- VOLUMEN MINIMO

· Heces pastosas: muestras del tamaño de una nuez son muy adecuadas pues permiten realizar la

Mayoría de los estudios.

· Heces líquidas entre 5 y 10 ml.

D.- TRANSPORTE

· Si la muestra no se envía en forma inmediata se debe refrigerar.

· Si se va a procesar en el plazo de 1 o 2 horas después de su emisión, no necesitan medio de

Transporte.

· En caso contrario se remiten las materias en un sistema de transporte para entero patógeno.

· Mientras tanto mantener refrigerada las muestras, para evitar el sobre crecimiento de la flora

Normal que puede enmascarar o destruir a los entero patógenos. El frío puede afectar la

Viabilidad de Shigella spp.

· Para el estudio de toxinas de Clostridium difficile la muestra se puede mantener hasta 48 horas

Refrigerada a 4 º en la heladera.

Es preferible enviar las muestras para estudio virológico sin medio de cultivo, pues este diluye

Las partículas virales disminuyendo la sensibilidad. Si su envío se retrasa mucho utilizar medio

De transporte y recipientes colocados en hielo.

E.- OBSERVACIONES

Las muestras para coprocultivo, deberán tomarse antes de la administración de antimicrobianos y preferiblemente antes de tomar anti diarreicos. Indicar siempre el juicio diagnóstico de presunción y si el paciente es menor de un año. Solicitar las investigaciones especiales explícitamente (C. difficile, C. perfringens, S. aureus, etc.) En el caso de búsqueda de portadores de Salmonella, se deberá fundamentar adecuadamente el pedido y se necesitan 3 muestras negativas para asegurar que el paciente no es portador.


METODO

TOMENSE PRECAUCIONES DE ASEPSIA AL MANIPULAR LOS ESPECIMENES. AL INOCULAR EN LOS TUBOS ES INDISPENSABLE EL USO DE CUBREBOCAS Y GORRA. TRABAJAR SIEMPRE FRENTE A LA FLAMA DEL MECHERO



AISLAMIENTO.

1) Sembrar una asada de materia fecal sospechosa en el tubo de caldo de tetrationato. Inocular con asa por emulsión.

2) De la misma manera sembrar otra asada de la misma muestra en el tubo de caldo nutritivo.

3) Etiquetar con los datos escolares

4) Llevar a la incubadora a 37ºC durante 24 horas. Colocar los tubos en gradilla de rejilla, de tal manera que se mantengan en posición vertical para evitar que el líquido se derrame.

Hasta tres muestras es el número óptimo de coprocultivos para obtener un buen resultado en el aislamiento del agente infeccioso, especialmente cuando los síntomas no son claros y definitivos.

Las tinciones de Gram no son útiles pero la muestra al fresco con tinción de Loeffler puede ayudar a visualizar la presencia de leucocitos fecales, que en grandes números indican procesos inflamatorios. La morfología de los leucocitos predominantes es indicio del agente infeccioso.


ANATOMIA DE LAS VIAS RENALES

Fisiología del riñón y vías urinarias

La función principal de los riñones consiste en filtrar los productos metabólicos de desecho y el exceso de sodio y de agua de la sangre, así como facilitar su eliminación del organismo. También ayudan a regular la presión arterial y la producción de glóbulos rojos.

De cada riñón parte un tubo llamado uréter que conduce la orina desde la zona de recolección central de los riñones (pelvis renal) hacia la vejiga. Desde allí, la orina sale hacia el exterior del cuerpo a través de la uretra.

Cada riñón contiene alrededor de un millón de unidades encargadas de la filtración, que reciben el nombre de nefronas. Una nefrona está constituida por una estructura redonda y hueca llamada cápsula de Bowman, que contiene una red de pequeños vasos sanguíneos (el glomérulo). Estas dos estructuras conforman lo que se denomina un corpúsculo renal.

La sangre entra en el glomérulo a través de la arteriola aferente y sale a través de la arteriola eferente. Mientras está en el glomérulo, la fracción líquida de la sangre se filtra a través de pequeños poros situados en las paredes de los vasos sanguíneos del glomérulo, pasando a la cápsula de Bowman.


Después pasa al túbulo proximal. Las células sanguíneas y las moléculas más grandes, como las proteínas, no se filtran. Desde el túbulo proximal, el líquido pasa al asa de Henle, que penetra profundamente en el riñón. De ahí pasa al túbulo distal. Después se unen varios túbulos distales para para formar el túbulo colector. Los túbulos colectores se van uniendo para formar unidades cada vez más grandes. A medida que el líquido filtrado glomerular fluye por los túbulos, se reabsorbe hasta un 99% de agua y cantidades variables de otras sustancias como sodio y glucosa. El agua restante y las sustancias disueltas en ella que no han sido reabsorbidas constituyen la orina.

El riñón también utiliza energía para transportar selectivamente unas cuantas moléculas de gran tamaño (incluyendo fármacos como la penicilina, pero no las proteínas) y llevarlas hacia el interior del túbulo. Estas moléculas se excretan en la orina aunque sean demasiado grandes para pasar a través de los poros del filtro glomerular. Mediante las hormonas que influyen en la función renal, el organismo controla la concentración de orina según sus necesidades de agua. La orina formada en los riñones fluye por los uréteres hacia el interior de la vejiga, pero no lo hace pasivamente. Los uréteres son tubos musculares que conducen cada pequeña cantidad de orina mediante ondas de contracción. En la vejiga, cada uréter pasa a través de un esfínter, una estructura muscular de forma circular que se abre para dejar paso a la orina y luego se va estrechando hasta cerrarse herméticamente.

La orina se va acumulando en la vejiga a medida que llega con regularidad por cada uréter. La vejiga, que se puede dilatar, aumenta gradualmente su tamaño para adaptarse al incremento del volumen de orina y cuando finalmente se llena, envía señales nerviosas al cerebro que transmiten la necesidad de orinar.

Durante la micción, otro esfínter, ubicado entre la vejiga y la uretra (a la salida de la vejiga), se abre, dejando fluir la orina. Simultáneamente, la pared de la vejiga se contrae, creando una presión que fuerza la orina a salir por la uretra. La contracción de los músculos de la pared abdominal añade una presión adicional. Los esfínteres, a través de los cuales los uréteres entran en la vejiga, permanecen herméticamente cerrados para impedir que la orina refluya hacia los uréteres.

FEMENINO AMBOS SEMOS MASCULINO.


ESTRUCTURA ANATOMICA DE LOS RIÑONES, URETEROS
VEJIGA, URETRA Y GLANDULAS ENDOCRINAS.



BIBLIOGRAFIA


http://www.scribd.com/doc/8550544/coprocultivo

http://www.carloshaya.net/biblioteca/contenidos/docs/nefrologia/predialisis/pacodiez.PDF

http://www.estrucplan.com.ar/articulos/disruptores1/image003.jpg


UROCULTIVO


UTILIDAD CLINICA


TECNICAS PARA OBTENER UNA MUESTRA LIMPIA DE ORIDA O DEL CHORRO MEDIO:

Toma de muestra en mujeres:

La muestra debe ser tomada preferentemente en el Laboratorio. Si ello no es posible, hacerlo en su casa con las mismas instrucciones y teniendo la mayor limpieza posible.
-Tape muy bien el frasco y rotúlelo con su nombre, tráigalo al Laboratorio lo más pronto posible, en un recipiente con hielo, cuidando de que no se bote el contenido.

Toma de muestra en hombres:

La muestra debe ser tomada preferentemente en el Laboratorio. Si ello no es posible, seguir las mismas instrucciones en su casa. Debe hacerse una antisepsia previa de la zona genital, por lo tanto debe tener a la mano lo siguiente:

a) jabón desinfectante

b) agua hervida o agua estéril a
temperatura ambiente

c) gasa estéril o un paño acabado de
lavar

d) el recipiente para tomar la muestra.


Lavarse con jabón desinfectante primero las manos y luego la cabeza del pene empezando por la abertura uretral y continúe en dirección a usted, como muestra la ilustración, previa retracción del prepucio, si no está circuncidado.

Luego enjuagar bien con agua estéril o previamente hervida (a temperatura ambiente) y secar con gasa estéril.

Destape el frasco recolector sólo en el momento de la micción y sin tocar con los dedos su parte interna, coloque la tapa con el lado plano hacia abajo. Comience a orinar en la poceta y recoja en el frasco sólo la muestra del chorro del medio, es decir, no debe recoger ni la primera ni la última parte del chorro de orina.

Tapar bien el frasco, rotularlo con su nombre y traerlo al laboratorio lo más pronto posible, en un recipiente con hielo y cuidando de que no se bote.

Método de conteo en placa o recuento de colonias. Introducido por Kaas para evitar los riesgos del cateterismo vesical y diferenciar bacteriuria verdadera de contaminación, se realiza de la siguiente manera:

Se homogeneiza la muestra mediante agitación.

Se diluye la muestra al 1:100, colocando 0.1 ml. de orina en 9.9 ml. de caldo de tripticasa o de suero fisiológico, estériles.

Se preparan diluciones al 1:1000 y 1:10 000, a partir de la dilución al 1:100.

Se deposita 1 ml. de cada dilución en placas de Petri esterilizadas, sobre las cuales se vacía un tubo de agar-tripticasa o medio CLED, fundidos y enfriados a 45°. Mediante rotación suave, se favorece la distribución homogénea de la siembra.


METODO DE KASS

Se incuban todas las siembras a 37° durante 24 a 48 horas.

Para calcular el número de colonias se eligen placas que contengan entre 30 y 300 colonias. Contadas éstas, basta multiplicar su número por la dilución respectiva para obtener la cuenta total.

· Método del asa calibrada. Esta estimación cuantitativa consiste en sembrar una placa con medio de agar-sangre o agar con CLED en una muestra de orina, sin centrifugar, empleando asa de platino calibrada (4 mm. de diámetro). Después de incubar las siembras a 37° durante 24 a 48 horas, se cuenta el número de colonias desarrolladas y el resultado se multiplica por 100, ya que la asada de platino contiene 0.01 ml. de orina.

Los resultados del estudio cuantitativo se informan de la siguiente manera:

No hubo desarrollo microbiano.

Menos de 10 000 colonias por ml.

Entre 10 000 y 100 000 colonias por ml.

Más de 100 000 colonias por ml.

Cuando se obtienen dos recuentos sucesivos con más de 100 000 colonias por ml., la probabilidad de infección es de 80%, cifra que se eleva a 95% si el mismo resultado se logra en tres recuentos sucesivos.

Por lo general, las muestras contaminadas tienden a mostrar cuentas inferiores a 10 000 colonias/ml. Cuando el recuento revela valores intermedios, entre 10 0000 y 100 000 colonias /ml, el examen debe repetirse. Conviene advertir que pueden pasar inadvertidas infecciones urinarias verdaderas, si no se toman en cuenta cuentas inferiores a 100 000 colonias por ml, ya que existen diversos factores que pueden explicar recuentos bajos en infecciones urinarias verdaderas, diuresis acentuada, obstrucción uretral, infecciones crónicas e infecciones por cocos grampositivos.

EXAMEN CUALITATIVO

El estudio cualitativo, que conduce a la identificación del agente, se realiza mediante la siembra de la muestra homogeneizada, en placas con agar-sangre, agar-CLED, agar de Levine o MacConkey. Es recomendable el medio CLED, porque favorece el desarrollo de bacterias patógenas urinarias y permite la identificación de los microorganismos contaminados. Su contenido en cisteína y lactosa y su deficiencia en electrolitos facilitan, por una parte, el reconocimiento de colonias de bacterias y, por otra, inhiben el carácter invasor de las colonias de Proteus. Así se facilita la identificación de estafilococos, bacilos difteromorfos, lactobacilos y otros agentes que pueden contaminar la orina.

La identificación final de los agentes se hace mediante el estudio de sus propiedades bioquímicas y características serológicas. Esto permite establecer relaciones de identidad entre microorganismos aislados en cultivos sucesivos o de control, y definir el estado de revivida o de reinfección. De esto deriva el valor que tiene el conocimiento del biotipo, del serotipo (particularmente en E. coli), del piocinotipo (en especial cuando es de Ps. aeruginosa) y del antibiótico. Éste último se obtiene al comparar el antibiograma de cepas aisladas de muestras obtenidas de diferentes oportunidades en un mismo paciente Si existe correspondencia, se concluye que se trata de una misma cepa.


METODOS RAPIDOS DE DIAGNOSTICO

  • Existen varios procedimientos prácticos y económicos para el diagnóstico rápido de infecciones urinarias o de bacteriurias significativas. Son útiles para investigar grandes grupos de personas. Estos métodos pueden ser microscópicos, químicos o de microcultivo.


Placas de agar McConkey y de agar CLED, donde ha crecido un Escherichia Coli en cultivo puro, con un recuento superior a 100.000 UFC/ml. (cultivo sembrado con asa calibrada de 1/1000).

TINCION PARA UROCULTIVO

  • La coloración de un frotis de orina no centrifugada mediante el método de Gram constituye un índice práctico para diferenciar entre infección y contaminación urinarias. En efecto, la observación de un bacilo gramnegativo por campo microscópico puede realizarse cuando la muestra contiene más de 100 000 bacterias por ml. Sin embargo, la dificultad de encontrar bacterias en frotis de orina por este método, provoca resultados falsos negativos. Menos confiable aun es el hallazgo de 20 o más bacterias gramnegativas por campo microscópico de sedimento urinario, aunque dicho número permita sospechar recuentos superiores a 100 000 microorganismos por ml.
  • Los procedimientos químicos están basados en propiedades enzimáticas de las bacterias, que se pueden poner de manifiesto en la orina. Entre las pruebas se pueden mencionar: catalasa, reducción de nitratos, reducción de trifeniltetrazolio e hipoglucosuria. Estos métodos, aunque rápidos y económicos, tienen el inconveniente de ser indirectos, basarse en propiedades metabólicas de las bacterias y no en su desarrollo y observación, y producir muchos falsos negativos.

EXUDADO VAGINAL

El exudado vaginal es remitido al laboratorio para el diagnóstico de vaginitis, una inflamación de la vagina, y vaginosis, una alteración del equilibrio de la flora vaginal sin inflamación.

La infección vaginal es frecuentemente la causa de molestias en la mujer adulta y los síntomas de vaginitis son los síntomas de índole ginecológico que con más frecuencia ven ginecólogos y médicos de atención primaria.

La vaginosis bacteriana es la causa más frecuente de consulta de la mujer por síntomas vaginales (40 - 50 %), seguida por candidiasis (20 - 25 %), y trichomoniasis (15 - 20 %).

La causa de vaginitis/vaginosis no puede determinarse sólo sobre la base de los síntomas clínicos o el examen físico. Para realizar el diagnóstico correcto se requiere la evaluación microscópica del exudado vaginal. Los métodos de cultivo son menos útiles para el diagnóstico de algunas entidades vaginales.

La evaluación microscópica requiere evaluar tres características:

- aspecto de las células epiteliales

- aspecto del germen dominante y/o morfotipos presente la presencia o ausencia de leucocitos.

TOMA DE MUESTRA PARA EL DIAGNÓSTICO DE LA INFECCIÓN VAGINAL.

La muestra debe tomarse usando un espéculo vaginal y obtener el exudado vaginal con un escobillón. En estudios comparando la sensibilidad de diferentes localizaciones, la toma del exudado vaginal del fornix posterior es más sensible y exacta para realizar el diagnóstico.










VAGINOSIS BACTERIANA

Alteración en el equilibrio bacteriano en la vagina con perdida del predominio de lactobacilo e incremento en el número de bacterias como Gardnerella vaginalis, Bacteroides, Mobiluncus, y

Mycoplasma hominis. Importante es que no hay células inflamatorias.

Diagnóstico

Clásicamente se establece el diagnóstico de vaginosis cuando se cumple 3 de los siguientes criterios (Amsel):

– pH 4,5 o superior pH 4,5 o superior.

– más del 20 % de las células epiteliales son células "clue".

– Descarga grisácea homogénea.

– Test de aminas positivos.

El cultivo vaginal no es útil para el diagnóstico, el valor predictivo de un cultivo positivo para Gardnerella vaginalis como diagnóstico de vaginosis es menor del 50 %.

Así el diagnóstico lo haremos con el Gram y consideramos existencia de vaginosis si no aparecen leucocitos y cualquiera de estos criterios:

- aparecen células "clue"

- presencia de abundantes bacilos Gram variables, pequeños o gram negativos curvados y ausencia o escasos Lactobacillus.

- presencia de abundantes bacilos Gram variables, pequeños o gram negativos curvados y ausencia o escasos Lactobacillus.

- cumple los criterios de Nugent y Thomason; más de 7 morfotipos bacterianos distinto

CANDIDIASIS VULVOVAGINAL

Candida albicans es responsable para el 80 % al 92 % de los casos.

C. albicans forma parte de la flora de la vagina en 15-20 % de mujeres sanas y 30- 40 % de mujeres embarazadas.

La distinción entre candidiasis vulvovaginal y colonización asintomática es difícil porque los signos y síntomas indicativos de candidiasis se solapan con otros patología vaginales. En muchos laboratorios se usa la tinción de Gram y parece que proporciona el método más exacto de identificación de la enfermedad, de manera similar a la candidiasis muco-oral. Del 10 - 55% de mujeres sanas asintomática se logra el aislamiento de Candida del exudado vaginal, dando lugar a diagnósticos que se pueden etiquetar como falsos positivos.


TRICHOMONIASIS


El diagnóstico se basa en un pH mayor de 4,5 de las secreciones vaginales y en la presencia del parásito en movimiento al microscopio (esto en el 60 % de las mujeres sintomáticas, muy baja sensibilidad). Cuando el parásito pierde la movilidad es difícil distinguir a Trichomonas de las células blancas. Por ello es necesario examinar el exudado lo más rápidamente posible tras la obtención de la muestra. El cultivo es el método más exacto para detectar Trichomonas. 86 al 95 % de los casos se detectan por este método. Basados en el cultivo, 25 - 50 % de las mujeres con infección por Trichomonas vaginalis en un trabajo son asintomáticas. Medio de cultivo Diamond o Roiron.








OTRAS INFECCIONES MENOS FRECUENTES


- Infecciones verdaderas causadas por Mycobacterium tuberculosis, Salmonella sp. Y Enterobacteriaceae son muy raras y aparecen en pacientes con enfermedad subyacente o enfermedad sistémica.

- Vaginitis por Streptococcus pyogenes, relativamente frecuente en niñas de 3 – 5 años.

- Streptococcus agalactiae. Usualmente presente en vagina como flora normal pero ocasionalmente causa una vaginitis franca.

- Enterobius vermicularis. En niña es causa de síntomas vaginales asociado con prurito perianal que aumenta por las noches.

PROCEDIMIENTO

para un exudado vaginal, que es un estudio muy completo, se requiere que la paciente se prepare con antelación, es decir que no tenga relaciones sexuales 3 días antes del examen y que haya un aseo únicamente externo de los genitales el día anterior, para la técnica en si, se puede hacer con un especulo, o espejo vaginal, o así sin nada, la muestra se toma con un hisopo estéril, generalmente un exudado vaginal completo se integra por los siguientes estudios: cultivo, examen en fresco y tinción de Gram, se introduce el hisopo en la vagina hasta llegar casi al borde con la matriz, entonces se gira y se mueve en el sentido de las manecillas del reloj, y entonces se saca y se coloca en el medio de transporte de stuart, para el cultivo, se toma otro hisopo y se repite la operación y se deposita en un tubo con solución salina estéril, atemperada a 37ºC, se incuba 1 hr a la misma temperatura, se toma otro hisopo y se hace una extensión en un vidrio llamado portaobjetos, para la tinción de gram, luego ya que se tomaron las muestras, se siembra el hisopo en el medio de stuart, en los medios de agar sangre, manitol salado, mac conkey, thayer martin y biggy, para aislar estreptococos, estafilococos, bacilos Gram negativos, gonococos y levaduras del genero candida, respectivamente, en el examen en fresco se ve como la cantidad de bacterias presentes y las celulas, y en la tincion de gram se reconocen que tipo de bacterias estan presentes, mas o menos el resultado esta en 3 dias despues de tomada la muestra.

ANATOMIA DEL APARATO REPRODUCTOR FEMENINO

El aparato genital femenino es un tubo que presenta la particularidad anatómica de poner en comunicación una cavidad serosa con el exterior. Se lo divide en órganos genitales internos y externos.

TIPO DE MUESTRA QUE SE TOMA

MUESTRA CITOLOGICA

La evaluación microscópica requiere evaluar tres características:

- aspecto de las células epiteliales

- aspecto del germen dominante y/o morfotipos presente

- la presencia o ausencia de leucocitos.



TOMA DE MUESTRA PARA EL DIAGNÓSTICO DE LA INFECCIÓN VAGINAL.

La muestra debe tomarse usando un espéculo vaginal y obtener el exudado vaginal con un escobillón. En estudios comparando la sensibilidad de diferentes localizaciones, la toma del exudado vaginal del fornix posterior es más sensible y exacta para realizar el diagnóstico.

DOC (DETECCION OPORTUNA DEL CANCER)

Uno de los padecimientos mas importantes y frecuentes en la edad reproductiva de la mujer es el cáncer cervicouterino o del cuello de la matriz, que es el tipo de cáncer más frecuente en la mujer mexicana. Esta enfermedad no produce síntomas en sus inicios, de ahí la importancia de realizar la prueba
de Papanicolaou que permite un diagnóstico temprano de la enfermedad. Se recomienda que todas las mujeres mayores de 18 años sexualmente activas se lo hagan por lo menos una vez al año.

La prueba de Papanicolaou o citología vaginal, es llamada así en honor precisamente al médico griego Jorge N. Papanicolaou, quien descubrió que por medio de la observación al microscopio de las células que se descamaban del cuello de la matriz (o de otros órganos), era posible diagnosticar el cáncer en etapas tempranas.

En que consiste la prueba

La prueba de Papanicolaou es un procedimiento sencillo y rápido (la toma se hace en menos de un minuto) y consiste en lo siguiente :

Preparación para la prueba.

Citología en base líquida o citología de monocapa

La muestra se toma con un cepillo (Cytobrush) el cual se deposita en un recipiente con un líquido especial como conservador. Con esta muestra se obtiene una preparación con una sola capa de células que permite al patólogo una mejor visualización y por lo tanto un diagnóstico mas preciso que con la citología tradicional. Con éste método disminuyen notoriamente el número de casos de muestras no satisfactorias o limitadas, ya que la preparación celular de capa fina reduce el material opaco, hay un incremento del 64% en la detección de lesiones precancerosas y se garantiza que se envíen al laboratorio el 100% de las células exfoliadas. Además permite al Médico Patólogo realizar con el mismo material otros estudios especiales evitando una doble toma de muestra. Por ejemplo se pueden realizar estudios de biología molecular para el diagnóstico de infecciones por el Virus del Papiloma Humano por lo que en esta enfermedad resulta particularmente útil.

"El Cáncer cervicouterino se puede

prevenir y curar a un costo y riesgo bajos

cuando el tamizaje para facilitar la

detección oportuna de lesiones precursoras,

está disponible junto con el diagnóstico

apropiado, el tratamiento y seguimento."

Las mujeres detectadas con PAP (+) y las con Sospecha clínica de Cáncer Cervicouterino ingresarán a la Unidad de Patología Cervical para evaluación y procedimientos diagnósticos, realizados por ginecólogo colposcopista. Los casos confirmados por informe histológico positivo tendrán acceso a

tratamiento correspondiente.

Tratamiento

Estará de acuerdo al tipo y la etapificación. En las lesiones preinvasoras puede ser ambulatorio u hospitalizado. El manejo terapéutico del Cáncer invasor y la indicación de conductas especiales en casos complejos, debe ser determinado por el Comité Oncológico. El tratamiento incluye cirugía, quimioterapia y radioterapia, según protocolo.

4 NIVELES DE EXPRESION EN EL DIAGNOSTICO DEL CANCER

Basándose en la apariencia de las células cancerosas en el microscopio, los patólogos generalmente describen el grado de un tumor usando uno de los cuatro grados de gravedad: 1, 2, 3 y 4. Las células de tumores de grado 1 se parecen a las células normales y tienden a crecer y a multiplicarse lentamente. Los tumores de grado 1 se consideran generalmente de comportamiento menos agresivo.

Por el contrario, las células de tumores de grado 3 ó 4 no se ven como las células normales del mismo tipo. Los tumores de grado 3 y 4 tienden a crecer rápidamente y a diseminarse con más rapidez que los tumores de un grado inferior.

La American Joint Commission on Cancer recomienda las siguientes directivas para asignar un grado a los tumores

Grado:
GX No es posible asignar un grado (Grado indeterminado)
G1 Bien diferenciado (Grado bajo)
G2 Moderadamente diferenciado (Grado intermedio)
G3 Mal diferenciado (Grado alto)
G4 Indiferenciado (Grado alto)


Etapa 0 Etapa 1, Etapa 2, Etapa 3 Etapa 4




  1. NIVEL VENIGNO
  2. NIVEL VENIGNO EL POSICION DE ALERTA
  3. NIVEL CARACTERISTICAS DEL CANCER
  4. CANCER DECLARADO





BIBLIOGRAFIAS

http://quimicosclinicosxalapa04.spaces.live.com/blog/cns!204AC1C68E772D5!1160.entry?sa=39670056

http://www.aefa.es/index.php?option=com_docman&task=doc_download&gid=145&mode=view

http://mx.answers.yahoo.com/question/index?qid=20090613150901AAIIfgK

http://www.anatomia.tripod.com/gineco.htm








ANATOMIA DE LAS VIAS RESPIRATORIAS ALTAS NAZOFARINGEAS HACIENDO MENCION DE LOS HUESOS PROPIOS DE LA CARA (EDMOIDES Y ESFENOIDES)

ÓRGANOS

Los órganos respiratorios sirven para el transporte del oxígeno a la sangre y por medio de ella a los tejidos, así como para la expulsión al aire atmosférico del ácido carbónico.

En los mamíferos, los órganos respiratorios se desarrollan de la pared ventral del intestino anterior, con el que guardan relación durante toda la vida. Eso explica el cruzamiento de las vías respiratorias y digestivas a la altura de la faringe, mantenido en el hombre.

1. FOSAS NASALES


Es la parte inicial del aparato respiratorio, en ella el aire inspirado antes de ponerse en contacto con el delicado tejido de los pulmones debe ser purificado de partículas de polvo, calentado y humidificado.

Las paredes de la cavidad junto con el septo y las 3 conchas, están tapizadas por la mucosa. La mucosa de la nariz contiene una serie de dispositivos para la elaboración del aire inspirado.

PRIMERO: Está cubierta de un epitelio vibrátil cuyos cilios constituyen un verdadero tapiz en el que se sedimenta el polvo y gracias a la vibración de los cilios en dirección a las coanas, el polvo sedimentados es expulsado al exterior.

SEGUNDO: La membrana contiene glándulas mucosas, cuya secreción envuelve las partículas de polvo facilitando su expulsión y humedecimiento del aire.

TERCERO: El tejido submucoso es muy rico en capilares venosos, los cuales en la concha inferior y en el borde inferior de la concha media constituyen plexos muy densos, cuya misión es el calentamiento y la regulación de la columna de aire que pasa a través de la nariz. Estos
dispositivos descritos están destinados a la elaboración mecánica del aire, por lo que se denomina REGIÓN RESPIRATORIA.

En la parte superior de la cavidad nasal a nivel de la concha superior, existe un dispositivo para el control del aire inspirado, formando el órgano del olfato y por eso esta parte interna de la nariz se denomina REGIÓN OLFATORIA; en ella se encuentran las terminaciones nerviosas periféricas del nervio olfatorio, las células olfatorias que constituyen el receptor del analizador olfatorio.

2. FARINGE

Es la parte del tubo digestivo y de las vías respiratorias que forma el eslabón entre las cavidades nasal y bucal por un lado, y el esófago y la laringe por otro. Se extiende desde la base del cráneo hasta el nivel de las VI - VII vértebras cervicales.

Esta dividida en 3 partes:

  1. Porción nasal o rinofaringe.
  2. Porción oral u orofaringe.
  3. Porción laríngea o laringofaringe.

PORCION NASAL: Desde el punto de vista funcional, es estrictamente respiratorio; a diferencia de las otras porciones sus paredes no se deprimen, ya que son inmóviles. La pared anterior está ocupada por las coanas. Está tapizada por una membrana mucosa rica en estructuras linfáticas que sirve de mecanismo de defensa contra la infección.

PORCION ORAL: Es la parte media de la faringe. Tiene función mixta, ya que en ella se cruzan las vías respiratorias y digestivas. Cobra importancia desde el punto de vista respiratorio ya que puede ser ocluida por la lengua o secreciones, provocando asfixia.

PORCION LARINGEA: Segmento inferior de la faringe, situado por detrás de la laringe, extendiéndose desde la entrada a esta última hasta la entrada al esófago. Excepto durante la deglución, las paredes anterior y posterior de este segmento, están aplicadas una a la otra, separadandose únicamente para el paso de los alimentos.




3. LARINGE:

Es un órgano impar, situado en la región del cuello a nivel de las IV, V y VI vértebras cervicales. Por detrás de la laringe se encuentra la faringe, con la que se comunica directamente a través del orificio de entrada en la laringe, el ADITO DE LA LARINGE, por debajo continúa con la tráquea.

Esta constituido por una armazón de cartílagos articulados entre sí y unidos por músculos y membranas. Los principales cartílagos son 5:

  • Tiroide.
  • Epiglotis.
  • Aritenoideos (2).

A la entrada de la laringe se encuentra un espacio limitado que recibe el nombre de GLOTIS. Cerrando la glotis se encuentra un cartílago en forma de lengüeta que recibe el nombre de EPIGLOTIS y que evita el paso de líquidos y alimentos al aparato respiratorio durante la deglución y el vómito, si permanece abierto se produce la bronco aspiración.

La laringe en su interior presenta un estrechamiento, producido por 4 repliegues, dos a cada lado, denominándose cuerdas vocales superiores e inferiores, encargadas de la fonación.

4.TRAQUEA:

Es la prolongación de la laringe que se inicia a nivel del borde inferior de la VI vértebra cervical y termina a nivel del borde superior de la V vértebra torácica, donde se bifurca, en el mediastino, en los dos bronquios.

Aproximadamente la mitad de la tráquea se encuentra en el cuello mientras que el resto es intratorácico. Consta de 16 a 20 anillos cartilaginosos incompletos (cartílagos traqueales) unidos entre sí por un ligamento fibroso denominándose ligamentos anulares. La pared membranosa posterior de la tráquea es aplanada y contiene fascículos de tejido muscular liso de dirección transversal y longitudinal que aseguran los movimientos activos de la tráquea durante la respiración, tos, etc.

La mucosa está tapizada por un epitelio vibrátil o cilios (excepto en los pliegues vocales y región de la cara posterior de la epiglotis) que se encuentra en movimiento constante para hacer ascender o expulsar las secreciones o cuerpos extraños que puedan penetrar en las vías aéreas.

El movimiento ciliar es capaz de movilizar grandes cantidades de material pero no lo puede realizar sin una cubierta de mucus. Si la secreción de mucus es insuficiente por el uso de atropina o el paciente respira gases secos, el movimiento ciliar se detiene. Un Ph < 6.4 o > de 8.0 lo suprime.


5.BRONQUIOS Y SUS RAMIFICACIONES:

A nivel de la IV vértebra torácica la tráquea se divide en los bronquios principales, derecho e izquierdo. El lugar de la división de la tráquea en dos bronquios recibe el nombre de bifurcación traqueal. La parte interna del lugar de la bifurcación presenta un saliente semilunar penetrante en la tráquea, la CARINA TRAQUEAL.

Los bronquios se dirigen asimétricamente hacia los lados, el bronquio derecho es más corto (3 cm), pero más ancho y se aleja de la tráquea casi en ángulo obtuso, el bronquio izquierdo es más largo (4 - 5 cm), más estrecho y más horizontal. Lo que explica que los cuerpos extraños, tubos endotraqueales y sondas de aspiración tiendan a ubicarse más frecuentemente en el bronquio principal derecho. En los niños menores de 3 años el ángulo que forman los dos bronquios principales en la Carina, es igual en ambos lados.

El número de cartílagos del bronquio derecho es de 6 a 8 y el bronquio izquierdo de 9 a 12. Los cartílagos se unen entre sí mediante los ligamentos anulares traqueales.

Al llegar los bronquios a los pulmones, penetran en ellos por el HILIO PULMONAR, acompañado de vasos sanguíneos, linfáticos y nervios, iniciando su ramificación. El bronquio derecho se divide en 3 ramas ( superior, media e inferior), mientras que el izquierdo se divide en 2 ramas (superior e inferior).

En el interior de los pulmones cada una de estas ramas se divide en bronquios de menos calibre, dando lugar a los llamados BRONQUIOLOS, que se subdividen progresivamente en BRONQUIOLOS de 1ero, 2do y 3er orden, finalizando en el bronquiolo terminal, bronquiolo respiratorio, conducto alveolar, sacos alveolares y atrios.

A medida de la ramificación de los bronquios va cambiando la estructura de sus paredes. Las primeras 11 generaciones tienen cartílagos como soporte principal de su pared, mientras que las generaciones siguientes carecen de el.


6.PULMONES:

El pulmón es un órgano par, rodeado por la pleura.

El espacio que queda entre ambos recesos pleurales, se denomina MEDIASTINO, ocupado por órganos importantes como el corazón, el timo y los grandes vasos.

Por otra parte el DIAFRAGMA es un músculo que separa a los pulmones de los órganos abdominales.

Cada pulmón tiene forma de un semicono irregular con una base dirigida hacia abajo y un ápice o vértice redondeado que por delante rebasa en 3 - 4 cm el nivel de la I costilla o en 2 - 3 cm el nivel de la clavícula, alcanzando por detrás el nivel de la VII vértebra cervical. En el ápice de los pulmones se observa un pequeño surco (surco subclavicular), como resultado de la presión de la arteria subclavia que pasa por ese lugar.

En el pulmón se distinguen 3 caras:

  • Cara diafragmática.
  • Cara costal.
  • Cara media (se encuentra el hilio del pulmón a través del cual penetra los bronquios y la arteria pulmonar, así como los nervios y salen las dos venas pulmonares y los vasos linfáticos, constituyendo en su conjunto la raíz del pulmón).


El pulmón derecho es más ancho que el izquierdo, pero un poco más corto y el pulmón izquierdo, en la porción inferior del borde anterior, presenta la incisura cardiaca.

Los pulmones se componen de lóbulos; el derecho tiene 3 (superior, medio e inferior) y el izquierdo tiene 2 (superior e inferior).Cada lóbulo pulmonar recibe una de las ramas bronquiales que se dividen en segmentos, los que a su vez están constituidos por infinidad de LOBULILLOS PULMONARES. A cada lobulillo pulmonar va a para un bronquiolo, que se divide en varias ramas y después de múltiples ramificaciones, termina en cavidades llamadas ALVEOLOS PULMONARES.

Los alvéolos constituyen la unidad terminal de la vía aérea y su función fundamental es el intercambio gaseoso. Tiene forma redondeada y su diámetro varía en la profundidad de la respiración.

Los alvéolos se comunican entre sí por intermedio de aberturas de 10 a 15 micras de diámetro en la pared alveolar que recibe el nombre de POROS DE KOHN y que tienen como función permitir una buena distribución de los gases entre los alvéolos, así como prevenir su colapso por oclusión de la vía aérea pulmonar.


Existen otras comunicaciones tubulares entre los bronquiolos distales y los alvéolos vecinos a el, que son los CANALES DE LAMBERT. Su papel en la ventilación colateral es importante tanto en la salud como en la enfermedad.

Existen diferentes características anatómicas que deben ser recordadas:

  • El vértice pulmonar derecho se encuentra más alto que el izquierdo, al encontrarse el hígado debajo del pulmón derecho.
  • En el lado derecho la arteria subclavia se encuentra por delante del vértice, mientras que en el izquierdo su porción es más medial.
  • El pulmón derecho es más corto y ancho que el izquierdo.
  • El parénquima pulmonar carece de inervación sensitiva, por lo que muchos procesos pulmonares resultan silentes.

PLEURA:

Representa una túnica serosa, brillante y lisa. Como toda serosa, posee 2 membranas, una que se adhiere íntimamente al pulmón (pleura visceral) y otra que reviste el interior de la cavidad torácica (pleura parietal). Entre ambas se forma una fisura (la cavidad pleural), ocupada por una pequeña cantidad de líquido pleural que actúa como lubricante y permite el deslizamiento de ambas hojas pleurales.

La pleura visceral carece de inervación sensitiva mientras que la parietal si posee inervación sensitiva, esto hace que los procesos que afectan a la pleura parietal sean extremadamente dolorosos.

La pleura parietal se divide en 3: pleura costal, pleura diafragmática y mediastínica.



ETMOIDES Y ESFENOIDES


El etmoides es un pequeño hueso que forma parte de la pared externa de las fosas nasales, y el esfenoides, en la parte anterior y mediante la base del cráneo, aloja la glándula
hipófisis.

Etmoides

Es el hueso impar medio más anterior de la base del cráneo.

Visto de frente presenta forma de cruz latina de cuyos brazos horizontales (lámina horizontal) cuelgan masas laterales cúbicas. La porción vertical superior de la cruz (crista galli) forma una eminencia anteroposterior en la fosa craneal anterior y se articula con el hueso frontal. El pie de la cruz (lámina perpendicular o sagital) forma un tabique medio que divide en dos (izquierda y derecha) las fosas nasales posteriores; su borde posterior articula con el cuerpo del esfenoides, su borde anterior con los huesos propios nasales, y su borde inferior con el vómer y el tabique nasal cartilaginoso.

La parte central de la lámina horizontal (lámina cribiforme) forma parte, en su cara superior, de la fosa craneal anterior (lecho de los bulbos olfatorios), y en su cara inferior, del techo de las fosas nasales; presenta múltiples orificios para el paso de las fibras nerviosas olfatorias.

La cara externa de las masas laterales (lámina papirácea) forma parte de la pared interna de la órbita ocular, y la cara interna forma la pared externa de las fosas nasales. De esta cara interna nacen los cornetes superior y medio, laminillas óseas retorcidas que sobresalen en las fosas nasales. Con éstas comunica el interior de las masas laterales, formado por múltiples celdillas (senos etmoidales) recubiertas de mucosa y llenas de aire.


Esfenoides

Hueso impar central de la base del cráneo, simétrico, situado detrás del etmoides y el frontal, delante del occipital y por dentro de los temporales.

De geometría compleja, se distinguen en él: un cuerpo, dos alas mayores, dos alas menores y dos apófisis pterigoides.

La cara superior del cuerpo presenta en su centro la silla turca para la hipófisis y hacia atrás el clivus que se une al occipital. Las caras laterales del cuerpo presentan un surco para la arteria carótida. El interior del cuerpo está hueco, formando los senos esfenoidales, comunicados por la cara anterior del cuerpo esfenoidal con las fosas nasales. La cara inferior del cuerpo forma parte de la bóveda nasal y articula con el etmoides y el vómer.

Las alas menores presentan en su base el conducto para los nervios y arterias ópticos. Su cara superior forma la fosa craneal anterior, y su cara inferior la órbita. Entre ellas y las alas mayores salen los nervios motores oculares.

La cara superior de las alas mayores forma la fosa craneal media, que presenta orificios para los nervios maxilar y mandibular y la arteria meníngea media. La cara inferior forma parte de las fosas temporal, orbitaria y esfenomaxilar. Articulan con frontal, temporales y occipital.

Las apófisis pterigoides descienden desde el cuerpo, formando las fosas pterigoidea, escafoidea, nasal y cigomática.

EXUDADO NASOFARINGEO
Toma
: Se pide al paciente que se siente y coloque su cabeza hacia atrás. Se introduce un hisopo de alginato de calcio, dacrón o nylon (nunca de algodón en caso de sospechar Bordetella) por las fosas nasales hasta la nasofaringe, sin tocar los cornetes y tratando de producir un acceso de tos. El hisopo se mantiene in situ de 10-15 segundos durante el acceso de tos, después de lo cual se retira rápidamente.
Envío: Si la muestra no se va a procesar de inmediato, el hisopo se mantiene en un medio de transporte y se envía de inmediato con refrigerante:

  • Agentes virales: El hisopo con la muestra se introduce en un tubo de tapón de rosca con 0.5 mL de solución salina isotónica estéril. Se rompe la varilla de madera a la altura del tapón y se tapa herméticamente.
  • Agentes bacterianos: El hisopo con la muestra se introduce en un tubo de tapón de rosca con medio de Amies o de Stuart. Se rompe la varilla de madera a la altura del tapón y se tapa herméticamente.

Esta muestra debe tomarse durante las primeras 72 horas de iniciado el cuadro clínico y mantenerse a 4 ºC

INFECCIONES RESPIRATORIAS POSIBLES DE DIAGNOSTICAR.

INFLUENZA

A. AISLAMIENTO DEL VIRUS DE LA INFLUENZA EN EMBRION DE POLLO

1. Indicaciones:
Cuadros agudos de infección respiratoria con inicio súbito, postración, cefalea, tos seca, mialgias, anorexia y fiebre muy elevada, que pueden complicarse con traqueobronquitis, especialmente en niños, ancianos y pacientes debilitados con enfermedades crónicas.

2. Muestras:
Gargarismo

Toma: Se proporciona al paciente un frasco de boca ancha con tapón de rosca, estéril, con 5 mL de solución salina y se le instruye de modo que mantenga la solución en la garganta el mayor tiempo posible mientras hace gárgaras y depositándo nuevamente el líquido en el frasco.
Envío: El frasco con la muestra se envía de inmediato, protegido con un refrigerante. exudado faríngeo, lavado faríngeo


Toma: Se pide al paciente que se siente cómodamente e inclina la cabeza hacia atrás. Se mide la distancia media entre la fosa nasal y la base del pabellón auricular, para saber la profundidad a la que se debe introducir la sonda. Se aplicará 1 mL de solución salina o PBS estéril e inmediatamente se introducirá la sonda, que estará conectada a través de una trampa a un tubo o recipiente estéril para la recepción del material.
Envío: La muestra se coloca en hielo hasta su procesamiento (dos a cuatro horas en las técnicas rápidas).

Todas estas muestras deben tomarse durante las primeras 72 horas de iniciado el cuadro clínico y mantenerse a 4ºC.

3. Procedimiento:
Las muestras se tratan con antibióticsa (N), escritos entre paréntesis, por ejemplo: A/México/2/95/(H3N2)

5. Laboratorio responsable: Laboratorio de Infecciones Respiratorias Agudas Virales (VD)

OTROS VIRUS RESPIRATORIOS

(SINCICIAL RESPIRATORIO, PARAINFLUENZA, ADENOVIRUS)

A. AISLAMIENTO VIRAL EN CULTIVO CELULAR

Indicaciones:
Cuadro agudo de infección respiratoria, sin complicación bacteriana. En ni¤os peque¤os con traqueobronquitis, neumonías y crup.

Muestras:
Exudado faríngeo, Lavado faríngeo, Exudado nasofaríngeo. Todas estas muestras deben tomarse durante las primeras 72 horas de iniciado el cuadro clínico y mantenerse a 4 ºC.

Procedimiento:
Las muestras tratadas con antibióticos se inoculan en cultivos de células de origen humano MRC5 ( pulmón), de origen animal MDCK (riñón de perrro), carcinomas como: Hep 2 ( laringe humana) y Vero (riñon de mono africano) . Se incuban de 3 a 18 días a 33° C si no se observa efecto citopático se hace un segundo pase similar al primero. Si el efecto citopático es aparente se realizan pruebas de inmunofluorescencia directa con sus respectivos anticuerpos monoclonales marcados con fluoresceina (adenovirus, parainfluenza, influenza, sincicial respiratorio tipo 1,2,3) En caso de no haber efecto citopático en el segundo pase se realizan pruebas de hemadsorción con eritrocitos de cobayo y de inhibición de la hemadsorción con antisueros conocidos para identificar virus de parainfluenza.

4. Resultado: Si el aislamiento es positivo se informa el virus corrrespondiente.

5. Laboratorio responsable: Laboratorio de Infecciones Respiratorias Agudas Virales (VD)

EPSTEIN-BARR

A. IDENTIFICACION DE ANTICUERPOS IgM ANTIVIRUS DE EPSTEIN - BARR POR ELISA INDIRECTO

Indicaciones:
El virus Epstein-Barr (EBV) es el agente etiológico de la mononucleosis infecciosas e interviene en el linfoma de Burkitt y en el carcinoma nasofaríngeo. El diagnóstico se basa en manifestaciones clínicas como dolor de garganta, fiebre, linfodenopatías y malestar.

Muestra:
Suero
(procedimiento M22). Se obtiene durante los primeros síntomas (etapa aguda de la enfermedad)

Procedimiento:
Se utiliza un equipo comercial. El antígeno viral está fijado a los pozos de la placa, se coloca el suero problema diluido y absorbido con anti IgG y se incuba. Posteriormente se añade el conjugado anti IgM que se va a fijar al complejo Ag-Ac.
La parte enzimática reacciona con su substrato dando una coloración, esta reacción se interrumpe y se lee a 450nm.

Resultados: La intensidad de color es proporcional a la concentración de anticuerpos IgM presentes. La casa comercial establece el valor de corte.

Laboratorio responsable: Laboratorio de Virología (VD)

NEUMOCOCOS

A. IDENTIFICACION RAPIDA DE Streptococcus pneumoniae POR COAGLUTINACION

1. Indicaciones: En casos de meningitis bacteriana en niños y adultos.

2. Muestra: Líquido cefalorraquídeo

Toma: La obtención de la muestra es responsabilidad exclusiva del médico quien la tomará bajo rigurosas condiciones de asepsia. Se deben recuperar unos 5 mL los cuales se conservan en tubos de vidrio estériles con tapón de rosca.
Envío: Cuando se trate de estudios virológicos, la muestra se envía refrigerada. Si se sospecha de una infección bacteriana, la muestra no debe refrigerarse, ni acompañarse de hielo. Cuando el envío tarda más de 24 horas, la muestra debe enviarse inoculada en medios específicos.

Procedimiento de laboratorio:
Se utiliza un reactivo constituido por Staphylococcus aureus, cepa Cowan 1, sensibilizado con anticuerpos anti polisacáridos de Streptococcus pneumoniae. Se toma una gota de este reactivo, se mezcla con una del líquido cefalorraquídeo problema y se busca una reacción de aglutinación que debe presentarse durante los siguientes 3 a 5 minutos.

Resultado: La presencia de aglutinación significa la presencia de Streptococcus pneumoniae.

Laboratorio responsable:
Laboratorio de Infecciones Respiratorias Agudas Bacterianas (BD)

B. CULTIVO E IDENTIFICACION DE Streptococcus pneumoniae

1. Indicaciones:
En casos de neumonía aguda, sepsis y meningitis en niños y adultos.

2. Muestras:
Exudado faríngeo, exudado ótico, expectoración :

Toma: En un frasco de plástico combustible, con capacidad de 30 a 50 mL, de boca ancha y estéril, se recogen unos 5 mL de expectoración del paciente. Para el aislamiento de agentes microbianos de infección respiratoria aguda, la muestra debe satisfacer un control de calidad consistente en el recuento celular a seco débil de 25 campos, en busca de la presencia promedio de no más de 10 células epiteliales y más de 25 polimorfonucleares por campo; en caso de no cumplir con estos valores se solicita otra muestra.
En los casos de sospecha de tuberculosis sólo hay que cuidar que la muestra sea mucopurulenta y esté libre de saliva; se toman 3 muestras: una es cuando se produce tos, otra se toma en la mañana cuando despierta el paciente y una más al hacer la entrega de las muestras en el laboratorio. Envío: Las muestras se protegen del calor excesivo con refrigerante.

líquido cefalorraquídeo y hemocultivo :

Toma: Se limpia el sitio de la punción con una torunda de algodón impregnada con etanol al 70% o solución de yodo al 2%. Si se trata de un adulto, se toman de 5 a 8 mL de sangre total, sin anticoagulante, o de 2 a 3 mL si se trata de un niño, siguiendo las indicaciones que se describen en el inciso M20. De inmediato la sangre se inyecta a través del tapón (previamente desinfectado con alcohol) de un frasco con medio bifásico para hemocultivo.
Envío: El frasco del hemocultivo se empaqueta bien en un recipiente con doble cubierta para evitar su ruptura. No hay que refrigerarlo.

Procedimiento de laboratorio:
Las muestras de exudados, líquido cefalorraquídeo y de expectoración se inoculan directamene en placas de agar sangre de carnero y de agar chocolate. La muestra para hemocultivo se siembra en medio bifásico de agar y caldo tripticaseína, se incuba hasta 96 horas, con resiembras en placa de agar sangre cada 24 horas. Las placas de agar sangre y de agar chocolate se incuban de 24 a 48h en atmósfera enriquecida de bióxido de carbono y las colonias sospechosas se identifican por su capacidad de hemólisis alfa y sensibilidad a la optoquina. . Resultado: Se informa la presencia de Streptococcus pneumoniae.

Laboratorio responsable: Laboratorio de Infecciones Respiratorias Agudas Bacterianas (BD)


ESTREPTOCOCOS BETA HEMOLITICOS

A. CULTIVO E IDENTIFICACION DE Streptococcus pyogenes (estreptococos beta hemolíticos del grupo A)

Indicaciones:
En casos de faringitis aguda y de escarlatina. En sujetos con fiebre reumática como medida del efecto terapéutico. Ocasionalmente en casos de sepsi antisuero específico para el grupo A.

Resultado: Se informa la presencia de Streptococcus pyogenes (estreptococo del grupo A).

5. Laboratorio responsable: Laboratorio de Infecciones Respiratorias Agudas Bacterianas (BD)

B. DETECCION DE ANTICUERPOS ANTI ESTREPTOLISINA O

Indicaciones:
Como complemento en el diagnóstico de infecciones agudas y de sus complicaciones causadas por Streptococcus pyogenes.

Muestra: Sueros pares:


Toma: Se debe seguir la misma técnica que para la obtención de sangre total (M21), pero sin anticoagulante. El coágulo formado se separa de las paredes del tubo con un aplicador de madera. Se debe esperar el tiempo necesario para que se retraiga el coágulo y el suero se separa por centrifugación a 2,500-3,000 rpm. El suero no debe mostrar indicios de hemólisis, ni debe estar lipémico y se debe conservar refrigerado o congelado, a menos que se dé otra indicación. Actualmente existe un equipo comercial de tubos al vacío con un gel especial, con este sistema se puede separar el suero directamente en los tubos centrifugando a 3,000 rpm por 5 minutos. El suero se conserva en los mismos tubos por varios días. Este procedimiento tiene la ventaja de que no se destapan los tubos en ningún momento, así el contenido se conserva estéril y además representa un riesgo mínimo.
Envío: El frasco con la muestra se envía de inmediato, protegiéndolo del calor con hielo o un refrigerante. Si es necesario congelarlo, hay que empaquetarlo bien con hielo seco. Si el suero muestra indicios de contaminación debe desecharse de inmediato.

uno tomado durante la fase activa y otro 15 días después. En caso de fiebre reumática y glomerulonefritis posestreptocócica se usan muestras únicas.

3. Procedimiento:
Es una prueba de neutralización in vitro de la actividad hemolítica de la estreptolisina O. Se hacen diluciones del suero problema, se mezclan con estreptolisina O y de eritrocitos humanos de tipo O. Se incuba y se busca la inhibición de la hemólisis.

4. Resultado: Se determina la dilución máxima a la cual se inhibe la lisis y se expresa en unidades Todd. El valor de corte es de 250 unidades Todd.

5. Laboratorio Responsable: Laboratorio de Infecciones Respiratorias Agudas Bacterianas(BD).

Haemophilus influenzae

A. CULTIVO E IDENTIFICACION DE Haemophilus influenzae grupo b

Indicaciones:
En casos de otitis media, epiglotitis, laringotraqueobronquitis, infecciones sistémicas, meningoencefalitis y sepsis en niños, especialmente en menores de 3 años. En la identificación de portadores, sobre todo en el personal de guarderías, escuelas e internados.

Muestras: Exudado faríngeo, exudado nasofaríngeo, hemocultivo y líquido cefalorraquídeo.

Procedimiento:
Las muestras de exudados y de líquido cefalorraquídeo se inoculan directamente en placas de agar hemina bacitracita extracto de levaduras (GHBEL). La muestra para hemocultivo se inocula en medio bifásico de agar y caldo tripticaseína, se incuba durante 72 horas, con resiembras en placa de GHBEL cada 24 horas. Las placas se incuban 24 horas en atmósfera enriquecida de bióxido de carbono y se seleccionan las colonias que sólo crecen alrededor del disco de papel filtro impregnado con extracto de levaduras que sirve como fuente del factor V. La confirmación se hace por morfología y afinidad tintoreal al Gram, pruebas fisiológicas (catalasa, oxidasa, hemólisis y producción de porfirinas) y se determinan biovar (indol, urea y ornitina) y serotipo (con antisueros específicos). En las cepas aisladas se determina su patrón de sensibilidad a antimicrobianos.

4. Resultado: Se informa la presencia de Haemophilus influenzae de tipo b.
Se informa la presencia de Haemophilus influenzae de tipo b.

5. Laboratorio responsable: Laboratorio de Infecciones Respiratorias Agudas Bacterianas (BD)

A. CULTIVO E IDENTIFICACION DE Neisseria meningitidis

Indicaciones:
En casos de meningoencefalitis bacteriana en niños. En la identificación de portadores, especialmente en el personal de guarderías, escuelas e internados.

Muestras: Líquido cefalorraquídeo y hemolcultivo en casos clínicos; exudado faríngeo
en portadores.


Procedimiento:
Las muestras de líquido cefalorraquídeo se inocula directamente en placas de agar chocolate y la de exudado faríngeo en medio de Thayer Martin. La sangre para hemocultivo se inocula en medio bifásico de agar y caldo tripticaseína, se incuba durante 72 horas, con resiembras en placas de agar chocolate cada 24 horas. Las placas se incuban 24 horas en atmósfera enriquecida de bióxido de carbono y se seleccionan las colonias oxidasa positivas. Se confirma morfología y afinidad tintorial al Gram y la determinación de especie se hace por pruebas fisiológicas (glucosa, maltosa, sacarosa, fructosa, lactosa y manitol). En las cepas aisladas se determina el grupo con antisueros conocidos.

4. Resultado: Se informa la presencia o ausencia de Neisseria meningitidis.

5. Laboratorio responsable: Laboratorio de Infecciones Respiratorias Agudas Bacterianas (BD)

LEGIONELOSIS

A. IDENTIFICACION, CULTIVO Y CARACTERIZACION DE Legionella spp. Indicaciones:
En casos de neumonías atípicas, especialmente en brotes en sujetos que permanecieron hacinados en áreas confinadas enfriadas con aire acondicionado.

2. Muestra: Expectoración

Procedimiento:
La bacteria se identifica en forma directa mediante la tinción de Giménez o con pruebas de inmunofluorescencia directa con antisueros específicos. El cultivo y aislamiento se logra en medio de BCYE que contiene extracto de levaduras, carbón activado y ácido citoglutárico con o sin antibióticos y se incuba en condiciones de humedad y atmósfera de bióxido de carbono. Los microorganismos sospechosos se identifican con antisueros específicos en pruebas de inmunofluorescencia directa.

Resultado: Se informa el aislamiento de la bacteria con género y especie.

Laboratorio responsable: Laboratorio de Infecciones Respiratorias Agudas Bacterianas (BD)


TUBERCULOSIS

A. IDENTIFICACION DE BACILOS ACIDO ALCOHOL RESISTENTES (BAAR) EN FROTES (BACILOSCOPIA) POR ZIEHL-NEELSEN O FLUORESCENCIA

Indicaciones:
En casos de tosedores crónicos productivos, con fiebre vespertina y sudoración nocturna, astenia, adinamia, anorexia y pérdida de peso. Niños con signos neurológicos, no vacunados con BCG y con antecedente de contacto con casos de tuberculosis.

2. Muestras: Expectoración, líquido cefalorraquídeo, lavado gástrico

Toma: Debe ser efectuada por personal médico bien entrenado. Se introduce una sonda por vía bucal hasta el estómago en ayunas. La muestra se deposita en un frasco de boca ancha y de preferencia estéril.
Envío: El frasco se envía lo antes posible al laboratorio, donde no debe llegar después de 6 horas de tomada la muestra. Se debe acompañar de refrigerante.

orina, líquido pleural:

Toma: La obtención de la muestra es responsabilidad exclusiva del médico, quien la tomará bajo condiciones rigurosas de asepsia. Se obtiene una muestra de aproximadamente 5 mL en tubos de vidrio estériles con tapón de rosca.
Envío: El tubo se envía lo antes posible al laboratorio acompañado de refrigerante

Procedimiento:
La muestra de expectoración puede usarse directamente, las otras se deben concentrar por centrifugación. Se hace un extendido de la muestra, se fija con calor, se tiñe con la técnica de Ziehl-Neelsen y se observa en microscopio óptico. Según los bacilos que se vayan encontrando se revisan de 20 a 100 campos y se determina el número promedio de bacilos por campo. Puede utilizarse en forma alternativa una tinción con auramina-rodamina y hacer la observación con un microscopio con fuente de luz ultravioleta.

Resultados:
Se informan de la manera siguiente: negativo, si no se encuentran bacilos en los 100 campos observados; positivo (+), menos de 1 bacilo/campo en 100 campos; positivo (++), de 1 a 10 bacilos/campo en 50 campos; positivo (+++) más de 10 bacilos /campo en 20 campos.

5. Laboratorio responsable: Laboratorio de Diagnóstico de Micobacterias (MI)

B. CULTIVO E IDENTIFICACION DE Mycobacterium tuberculosis

Indicaciones:
En casos de tosedores crónicos productivos, con fiebre vespertina y sudoración nocturna, astenia, adinamia, anorexia y pérdida de peso. Niños con signos neurológicos, no vacunados con BCG y con antecedente de contacto con casos de tuberculosis. En casos de sospecha de tuberculosis extrapulmonar.

Muestra: Expectoración, líquido cefalorraquídeo, orina , lavado gástrico, líquido pleural

Procedimiento:
Las muestras de expectoración, lavado gástrico y orina previamente concentradas por centrifugación se tratan con hidróxido de sodio para eliminar la flora contaminante y los líquidos tomados en esterilidad se siembran en tubos con medio de Lowestein-Jensen y se incuban a 37°C hasta 60 días con revisión los días 7, 15, 30 y 60. Las colonias características se identifican como M. tuberculosis por su capacidad para producir ácido nicotínico. Si son negativas se procede a realizar otras pruebas de identificación de micobacterias no M. tuberculosis, basadas en su actividad enzimática como catalasa, reducción de nitratos, etc.

Resultados: Se informa el género y especie de la micobacteria aislada.

Laboratorio responsable: Laboratorio de Diagnóstico de Micobacterias (MI)

C. CULTIVO DE Mycobacterium tuberculosis por metodo radiométrico BATEC

Indicaciones:
En caso de tosedores crónicos productivos, con fiebre vespertina y sudoraci;on nocturna, astenia, adinamia, anorexia y pérdida de peso. Niños con signos neurológicos, no vacunados con BCG y con antecedente de contacto con casos de tuberculosis. En casos de sopecha de tuberculosis extrapulmonar.

2. Muestra: Expectoración, líquido cefalorraquídeo, orina, lavado gástrico, líquido pleural

Procedimiento:
Las muestras de expectoración, lavado gástrico y la orina previamente concentrada por centrifugación, se tratan con hidroxido de sodio para eliminar la flora contaminante. Las muestras descontaminadas así como los líquidos tomados en condiciones de esterilidad, se siembran en medio BATEC 12B que contiene ácido palmítico marcado con C14. Se incuban a 37 ºC hasta 45 días, leyendo 2 o 3 veces por semana el CO2 radioactivo producido. El cultivo se considera positivo cuando la cantidad de CO2 rebasa el límite marcado. Dede comprobarse la presencia de micobacterias haciendo un frotis del cultivo y tiñéndolo con Ziehl-Neelsen.

4.Resultados: Se informa como positivo o negativo.

5. Laboratorio responsable: Laboratorio de Diagnóstico de Micobacterias (MI)

D. IDENTIFICACION DEL COMPLEJO Mycobacterium tuberculosis POR NAP

1.Indicaciones: Se utiliza para confirmar la presencia del complejo Mycobacterium tuberculosis en cultivo de micobacterias.

2. Muestra: Cultivo de micobacterias sembrado en medio Lowenestein-Jensen o BATEC 12B.

Procedimiento:
Se emplea medio BATEC 12B adicionado con NAP (p-nitro-alfa acetil-amino-beta- hidroxi-propiofenona). Esta substancia derivada de la síntesis del cloranfenicol, inhibe el desarrollo del complejo Mycobacterium tuberculosis. El medio se siembra con la cepa a identificar y se incuba a 37ºC . Se lee diariamente para cuantificar el CO2 radiactivo producido, la prueba dura de 4 a 6 días.

4. Resultados: La disminución de la producción de CO2 indica que se trata del complejo Mycobacterium tuberculosis.

5. Laboratorio responsable: Laboratorio de Diagnóstico de Micobacterias (MI)

E. TIPIFICACION DE Mycobacterium tuberculosis POR RFLP

Indicaciones:
En estudios de epidemiología molecular para establecer relaciones genéticas entre cepas aisladas en distintos pacientes de una o más localidades.

Muestra: Cepa pura de Mycobacterium tuberculosis cultivada en medio de Lowestein-Jensen.

Procedimiento:
Las bacterias se rompen con lisozima, proteinasa K y SDS; y su DNA se extrae con cloroformo-CTAB y se precipita con isopropanol. Se disuelve en agua y se toma una alícuota y se digiere con la enzima de restricción PvuII. Los fragmentos resultantes se separan electroforéticamente y se transfieren a una membrana de nylon. La membrana se sumerge en una solución que contiene la secuencia de inserción IS-6110 marcada con digoxigenina para formar híbridos, los cuales se detectan con un anticuerpo anti-digoxigenina conjugado a fosfatasa alcalina. El substrato que se emplea es quimioluminiscente cuya luz emitida se registra en una película radiográfica. Se obtienen patrones de bandas que son característicos para cada cepa de la bacteria.

Resultado:
Los patrones obtenidos se comparan entre sí para establecer las relaciones genéticas de las cepas en estudio.

5. Laboratorio responsable: Laboratorio de Diagnóstico y Tipificación Moleculares (BM).

F. IDENTIFICACION DE Mycobacterium tuberculosis POR PCR

Indicaciones:
En casos de tosedores crónicos productivos, con fiebre vespertina y sudoración nocturna, astenia, adinamia, anorexia y pérdida de peso. Niños con signos neurológicos, no vacunados con BCG y con antecedente de contacto con casos de tuberculosis. En casos de sospecha de tuberculosis extrapulmonar.

Muestras:
Sangre, LCR, suero, orina, biopsias y lavado gástrico.

Procedimiento:
Las células contenidas en la muestra se rompen con lisozima, proteinasa K y SDS; el DNA se extráe con cloroformo-CTAB y se precipita con isopropanol. Se disuelve en agua y se toma una alícuota la cual se agrega a cada una de las mezclas de reacción (compuesta por los dos iniciadores específicos para la secuencia de inserción IS-6110 característica del complejo M. tuberculosis, los 4 desoxinucleótidos componentes del DNA y la enzima Taq polimerasa que es una DNA polimerasa que actúa a altas temperaturas). Se coloca en el termociclador donde automáticamente se realizan 30 a 40 ciclos de cambios de temperatura (94°-65°C). Al finalizar el último ciclo se toman alícuotas y se someten a electroforesis en gel de agarosa y se busca la presencia de una banda característica para el producto amplificado.

Resultado:
El hallazgo del producto amplificado indica la presencia del complejo M. tuberculosis en la muestra estudiada.

5. Laboratorio responsable: Laboratorio de Diagnóstico y Tipificación Moleculares (BM).

G. PRUEBA DE SENSIBILIDAD A FARMACOS ANTITUBERCULOSOS (DROGOSENSIBILIDAD)

Indicaciones:
Se utiliza para establecer el perfil de resistencia de las cepas aisladas de Mycobacterium tuberculosis.

Muestra: Cepa pura de Mycobacterium tuberculosis.

Procedimiento:
Método de las proporciones: permite separar los bacilos resistentes de los sensibles y establecer su proporción. Se obtiene mediante la siembra de la cepa en medio sin y con medicamento, el primero nos da a conocer el número total de la proporción sembrada y el segundo el número de mutantes resistentes al medicamento correspondiente.
Método radiométrico: permite demostrar el crecimiento temprano de M. tuberculosis en una batería de medios que contienen ácido palmítico marcado con C14 y los antifímicos por estudiar. La producción de bióxido de carbono marcado indica el desarrollo del agente, lo cual indica resistencia por parte de la bacteria.

4. Resultados: Se informan los patrones de susceptibilidad y resistencia encontrados.

5. Laboratorio responsable: Laboratorio de Diagnóstico de Micobacterias (MI)

BIBLIOGRAFIA

http://www.eccpn.aibarra.org/temario/seccion5/capitulo67/capitulo67.htm

http://html.rincondelvago.com/aparato-respiratorio_1.html

http://www.salud.gob.mx/indre/mues.htm

http://www.salud.gob.mx/indre/iras.htm

1 comentario:

  1. !Hola Srtas. Equipo 5¡,revisando su trabajo, sigo encontrado que le falta los anexos gráficos los cuales ya mencionaron anexarlos, a la fecha no existen, deben de anexarlos ya que son de importancia. Gracias.

    ResponderEliminar